豆科植物结瘤固氮及其分子调控机制的研究进展

2023年12月29日发(作者：)

　山东农业科学　２０２２，５４（３）：１５５～１６４　ＤＯＩ：１０．１４０８３／ｊ．ｉｓｓｎ．１００１－４９４２．２０２２．０３．０２５ＳｈａｎｄｏｎｇＡｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌＳｃｉｅｎｃｅｓ豆科植物结瘤固氮及其分子调控机制的研究进展，２，２迟静娴１，徐方继２，刘译阳２，万书波２，李国卫１（１．山东师范大学生命科学学院，山东济南　２５００１４；２．山东省农业科学院农作物种质资源研究所／山东省作物遗传改良与生态生理重点实验室，山东济南　２５０１００）　　摘要：作为人类重要的蛋白质和脂肪来源，以花生、大豆为代表的豆科植物是世界范围内农业生态系统的重要组成部分，而氮肥的合理施用是保证其稳产增产的主要因素。豆科植物能够通过与根瘤菌形成共生关系结瘤固氮，从而可以减少氮肥使用量。豆科植物的结瘤过程受到信号传递系统的调控。其中，硝酸盐信号作为信号分子来调控包括豆科植物结瘤自主调控和氮代谢途径在内的关键基因表达。研究发现许多基因参与ＩＮ、ＨＡＲ１、ＮＯＲＫ、ＮＳＰ２等。豆科植物结瘤固氮的研究加深了人们对共生固氮豆科植物结瘤固氮调控，例如Ｎ的理解，为非豆科植物固氮改造奠定了基础，并为减少作物对氮肥的依赖和实现农业生产的可持续发展提供了新思路。调节豆科植物的结瘤平衡，充分利用豆科植物的固氮作用，探索最佳施氮量，有利于实现作物生产效益的最大化。本文根据国内外的相关研究，从以下四个方面进行综述：（１）豆科植物结瘤的分子调控机制；（２）豆科植物固氮的分子调控机制；（３）硝酸盐对豆科植物结瘤固氮的调控；（４）豆科植物固氮在生产中的应用。并对今后豆科植物结瘤固氮的研究趋势进行了展望。关键词：豆科植物；结瘤；固氮；分子调控中图分类号：Ｓ５２０．１　　文献标识号：Ａ　　文章编号：１００１－４９４２（２０２２）０３－０１５５－１０ＰｒｏｇｒｅｓｓｉｎＲｅｓｅａｒｃｈｏｎＮｏｄｕｌａｔｉｏｎ，ＮｉｔｒｏｇｅｎＦｉｘａｔｉｏｎａｎｄＭｏｌｅｃｕｌａｒＲｅｇｕｌａｔｉｏｎＭｅｃｈａｎｉｓｍｉｎＬｅｇｕｍｉｎｏｓａｅ１，２２２２１，２ＣｈｉＪｉｎｇｘｉａｎ，ＸｕＦａｎｇｊｉ，ＬｉｕＹｉｙａｎｇ，ＷａｎＳｈｕｂｏ，ＬｉＧｕｏｗｅｉ（１．ＣｏｌｌｅｇｅｏｆＬｉｆｅＳｃｉｅｎｃｅｓ，ＳｈａｎｄｏｎｇＮｏｒｍａｌＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｊｉｎａｎ２５００１４，Ｃｈｉｎａ；２．ＩｎｓｔｉｔｕｔｅｏｆＣｒｏｐＧｅｒｍｐｌａｓｍＲｅｓｏｕｒｃｅｓ，ＳｈａｎｄｏｎｇＡｃａｄｅｍｙｏｆＡｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌＳｃｉｅｎｃｅｓ／ＳｈａｎｄｏｎｇＰｒｏｖｉｎｃｉａｌＫｅｙＬａｂｏｒａｔｏｒｙｏｆＣｒｏｐＧｅｎｅｔｉｃＩｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ，ＥｃｏｌｏｇｙａｎｄＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，Ｊｉｎａｎ２５０１００，Ｃｈｉｎａ）Ａｂｓｔｒａｃｔ　Ａｓａｎｉｍｐｏｒｔａｎｔｓｏｕｒｃｅｏｆｐｒｏｔｅｉｎａｎｄｆａｔｆｏｒｈｕｍａｎｂｅｉｎｇｓ，Ｌｅｇｕｍｉｎｏｓａｅｒｅｐｒｅｓｅｎｔｅｄｂｙｐｅａ，ａｎｄｔｈｅｒａｔｉｏｎａｌａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎｎｕｔａｎｄｓｏｙｂｅａｎａｒｅａｎｉｍｐｏｒｔａｎｔｐａｒｔｏｆａｇｒｏｅｃｏｓｙｓｔｅｍｉｎｔｈｅｗｏｒｌｄｆｅｒｔｉｌｉｚｅｒｉｓｔｈｅｍａｉｎｆａｃｔｏｒｔｏｅｎｓｕｒｅｔｈｅｉｒｓｔａｂｌｅｙｉｅｌｄａｎｄｉｎｃｒｅａｓｅｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ．Ｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓｐｌａｎｔｓｃａｎｆｏｒｍａｓｙｍｂｉｏｔｉｃｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐｗｉｔｈｒｈｉｚｏｂｉｕｍｔｏｆｏｒｍｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｎｄｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎ，ｔｈｕｓｒｅｄｕｃｉｎｇｔｈｅａｍｏｕｎｔｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎｆｅｒｔｉｌｉｚｅｒｕｓｅ．Ｔｈｅｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｐｒｏｃｅｓｓｏｆｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓｐｌａｎｔｓｉｓｒｅｇｕｌａｔｅｄｂｙｔｈｅｓｉｇｎａｌｔｒａｎｓｍｉｓｓｉｏｎｓｙｓｔｅｍ．Ａｍｏｎｇｔｈｅｍ，ｎｉｔｒａｔｅｓｉｇｎａｌｉｓｕｓｅｄａｓａｓｉｇｎａｌｍｏｌｅｃｕｌｅｔｏｒｅｇｕｌａｔｅｔｈｅｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｏｆｋｅｙｇｅｎｅｓ，ｉｎｃｌｕｄｉｎｇｌｅｇｕｍｅｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｕｔｏｎｏｍｉｃｒｅｇｕｌａｔｉｏｎａｎｄｎｉｔｒｏｇｅｎｍｅｔａｂｏｌｉｓｍｐａｔｈｗａｙ．Ｉｔｈａｄｂｅｅｎｆｏｕｎｄｔｈａｔｍａｎｙｇｅｎｅｓｗｅｒｅｉｎｖｏｌｖｅｄｉｎｔｈｅｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｎｄｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎｉｎｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓｐｌａｎｔｓ，ｓｕｃｈａｓＮＩＮ，ＨＡＲ１，ＮＯＲＫａｎｄＮＳＰ２．Ｔｈｅｓｔｕｄｙｏｎｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｎｄｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎｏｆｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓｐｌａｎｔｓｃｏｕｌｄｄｅｅｐｅｎｐｅｏｐｌｅ’ｓｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇｏｆｓｙｍｂｉｏｔｉｃｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎ，ｌａｙｆｏｕｎｄａｔｉｏｎｓｆｏｒｔｈｅｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎ，ａｎｄｐｒｏｖｉｄｅｎｅｗｉｄｅａｓｆｏｒｒｅｄｕｃｉｎｇｃｒｏｐｓｄｅｐｅｎｄｅｎｃｅｏｎｎｉｔｒｏｇｅｎｆｅｒｔｉｌｉｚｅｒａｎｄｒｅａｌｏｆｎｏｎｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓｐｌａｎｔｓ收稿日期：２０２１－１０－０８基金项目：泰山学者项目（ｔｓｑｎ２０１６１０５８）；国家自然科学基金项目（３１８７１６６５）；山东省农业良种工程项目（２０２０ＬＺＧＣ００１）作者简介：迟静娴（１９９６—），女，在读硕士研究生，研究方向为植物生理和分子生物学。Ｅ－ｍａｉｌ：７５９２５７２３２＠ｑｑ．ｃｏｍ通信作者：李国卫（１９７８—），男，博士，研究员，研究方向为花生种质资源创新与利用。Ｅ－ｍａｉｌ：ｌｉｇｗ＿ｓａａｓ＠１６３．ｃｏｍ

１５６山东农业科学　　　　　　　　　　　　　　第５４卷　ｉｚｉｎｇｔｈｅｓｕｓｔａｉｎａｂｌｅｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｏｆａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ．Ａｄｊｕｓｔｉｎｇｔｈｅｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｂａｌａｎｃｅｏｆｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓ，ｍａｋｉｎｇｆｕｌｌｕｓｅｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎａｎｄｅｘｐｌｏｒｉｎｇｔｈｅｂｅｓｔａｍｏｕｎｔｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｗｅｒｅｈｅｌｐｆｕｌｐｌａｎｔｓ，ｔｈｉｓｐａｔｏｍａｘｉｍｉｚｅｔｈｅｂｅｎｅｆｉｔｏｆｃｒｏｐｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ．Ａｃｃｏｒｄｉｎｇｔｏｔｈｅｒｅｌｅｖａｎｔｒｅｓｅａｒｃｈｅｓａｔｈｏｍｅａｎｄａｂｒｏａｄｐｅｒｒｅｖｉｅｗｅｄｔｈｅｆｏｌｌｏｗｉｎｇｆｏｕｒａｓｐｅｃｔｓ：（１）ｔｈｅｍｏｌｅｃｕｌａｒｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｍｅｃｈａｎｉｓｍｏｆｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓｎｏｄｕｌａｔｉｏｎ；（２）ｔｈｅｍｏｌｅｃｕｌａｒｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｍｅｃｈａｎｉｓｍｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎ；（３）ｔｈｅｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｎｉｔｒａｔｅｔｏｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｎｄｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎ；（４）ｔｈｅａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎｉｎｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ．Ｔｈｅｒｅｓｅａｒｃｈｔｒｅｎｄｏｆｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｎｄｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎｉｎｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓｐｌａｎｔｓｗａｓａｌｓｏｐｒｏｓｐｅｃｔｅｄ．Ｋｅｙｗｏｒｄｓ　Ｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓｐｌａｎｔｓ；Ｎｏｄｕｌａｔｉｏｎ；Ｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎ；Ｍｏｌｅｃｕｌａｒｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ　　氮是组成蛋白质的主要元素，约占植物干重．５％。含氮化合物参与了植物体内大量物质的１转化过程。氮素是保证作物正常生长发育、高产和品质提升的重要营养元素。豆科植物广布于世界各地，是食品中蛋白质、淀粉、蔬菜和油的供应者，是提取树脂、饲料加工的重要原料。利用豆科植物的固氮作用，将豆科植物与非豆科植物进行轮作、间作和套作能够有效实现增产。因此，研究豆科植物结瘤固氮的分子机制可为合理施用氮肥和提高农作物对氮素的吸收效率奠定基础，也是提高作物产量的关键，还可减少过量施氮带来的环境污染。壤细菌，通过将大气中的氮气转化为氨，以供植物２］。“豆科植物－根瘤菌”共生体的建直接利用［立有助于减少氮肥使用和增加土壤有机质。豆科植物根瘤的形成是由根瘤菌侵染植物根部组织后使根组织膨大突出形成的一种特殊结构。研究表明，根瘤的形成是一个复杂的生物学过程。宿主编码机制控制着表皮、根皮层和单细胞水平上的三个侵染过程。从对各种野生和栽培豆科植物的显微研究工作中可以总结出至少三种不同的入侵模式：其一，侵染线入侵，又叫根毛入侵，其代表植物有百脉根、蒺藜苜蓿、大豆、豌豆、三叶草等。在根瘤形成机制中，“根毛入侵”侵染模式研究最为深入。当土壤缺乏氮素时，植物会分泌类黄酮至根际，诱导根系周围根瘤菌结瘤基因的表达，合［３］成并分泌结瘤因子（ｎｏｄｆａｃｔｏｒｓ，ＮＦｓ）。植物随１　豆科植物根瘤形成及其分子调控机制豆科植物为被子植物中仅次于菊科及兰科的最大科之一，分布广泛。以花生、大豆等为代表的豆科植物具有重要的经济意义，它是人类食品中淀粉、蛋白质、油和蔬菜的重要来源之一。农业生产上的豆科作物有花生、大豆、绿豆、豌豆、蚕豆等；饲料作物有三叶草、苜蓿、紫云英等；药用豆科植物有鸡血藤、甘草、黄芪、葛根、合欢等；绿化造林用的豆科植物有槐树、相思树、铁刀木等。豆科植物能够与根瘤菌形成共生关系来结瘤固氮。通过对豆科植物结瘤固氮的分子机制进行研究能够在一定程度上优化氮肥的施用模式，减少过度施氮带来的环境问题。因此，研究豆科植物氮素利用效率具有重要意义。１．１　根瘤菌与豆科植物根瘤的形成豆科植物能够与根瘤菌属（Ｒｈｉｚｏｂｉｕｍ）、中华根瘤菌属（Ｓｉｎｏｒｈｉｚｏｂｉｕｍ）、慢生根瘤菌属（Ｂｒａｄｙｒｈｉｚｏｂｉｕｍ）、中慢生根瘤菌属（Ｍｅｓｏｒｈｉｚｏｂｉｕｍ）以及固氮根瘤菌属（Ａｚｏｒｈｉｚｏｂｉｕｍ）等固氮细菌形成共１］生关系［。根瘤菌是一类革兰氏阴性异养型土即接受、识别ＮＦｓ，表皮根毛变形、弯曲并形成侵染线，根瘤菌因而侵染进入植物内。与此同时形成根瘤原基，在根瘤菌进入后逐渐发育成熟，最终４］。因此，侵染线是根成为具有固氮能力的根瘤［毛侵染的先决条件，能够导致共生体之间更高程度的特异性。其二，表皮侵染。表皮侵染模式不涉及跨细［５］胞侵染线的形成，不依赖于ＮＦｓ，相关研究报道较少。６］其三，裂隙侵染［。缝隙进入模式是一些主要分布在热带和暖温带地区的花生属、柱花草属等亚热带豆科植物特有的入侵方式。缝隙进入在７］大约２５％的豆类中存在，不涉及侵染线［，根瘤菌通过表皮裂开和幼嫩侧根或不定根出现引起的自然伤口侵染植物，寄主皮层细胞的侵入是通过结构改变的细胞壁进行。根瘤菌通过最初入侵的植物细胞的进行性塌陷以到达侧根皮质的根瘤起

　第３期　　　　　　　迟静娴，等：豆科植物结瘤固氮及其分子调控机制的研究进展１５７始处，这些细胞被相邻的细胞压缩进而形成细胞间的线状侵染区［８］。根瘤菌在根瘤初侵袭细胞中增殖，反复分裂形成根瘤；当宿主细胞停止分裂时，形成类菌体［９］。１．２　豆科植物根瘤形成的分子调控机制豆科植物的结瘤受到基因调控，这一点早在几十年前豆科植物的结瘤遗传研究中就已经得到证实。花生作为结瘤相关基因研究的材料潜力巨大。１９７９年首次发现了一个不结瘤花生株系，田间分离和根瘤菌接种试验表明，结瘤是宿主控制的，与根瘤菌的起源无关，推测不结瘤的性状可能不是简单的隐性遗传［１０］。１９８２年对不结瘤花生株系进行的遗传分析试验证实，花生的不结瘤是隐性双基因控制的［１１］。１９８８年又提出了一种新的不结瘤遗传的三基因遗传模型，认为花生的结瘤是由三对基因控制的质量性状［１２］。２０１７年转录组图谱揭示花生结瘤的基因调控试验中，在结瘤基因型中发现特异的ＤＥＧｓ包括一些已知共生信号通路结瘤相关基因的同源基因：如ＮＦＲ５（ｎｏｄｆａｃｔｏｒｒｅｃｅｐｔｏｒ）、ＮＳＰ２（ｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｓｉｇｎａｌｉｎｇｐａｔｈｗａｙ２）、ＮＩＮ（ｎｏｄｕｌｅｉｎｃｅｐｔｉｏｎ）、ＥＲＮ１，以及其他许多新的功能未知的基因，由于其在不同株系的差异表达，推测可能与结瘤调控相关［１３］。２０２０年对于异源四倍体栽培种花生鉴定出一对控制结瘤的ＧＲＡＳ转录因子基因，即在结瘤遗传上表现为非孟德尔遗传和孟德尔遗传的结瘤信号通路２（ＮＳＰ２，ＡｈＮＳＰ２－Ｂ０７或Ｎｂ）和ＡｈＮＳＰ２－Ａ０８（Ｎａ）基因，为花生不结瘤植株提供了遗传基础［１４］。研究证明基因型也影响豆科植物固氮量的差异，通过１５Ｎ同位素测量Ｊ－１１等７个花生基因型的固氮能力在１００～１５３ｋｇ／ｈｍ２之间［１５］。其他豆类植物例如豌豆，早在１９７５年结瘤品种Ｔｒａｐｐｅｒ与不结瘤品种Ａｆｇｈａｎｉｓｔａｎ杂交的Ｆ２代获得了结瘤与不结瘤３∶１的分离比，提出豌豆的不结瘤是单基因控制的［１６］。对豌豆结瘤缺陷的几种自发突变体进行鉴定得到了稳定的豌豆抗结瘤突变体，突变的结瘤等位基因相对于野生型的结瘤等位基因是隐性的，命名为ｓｙｍ－５［１７］。许多基因参与调控豆科植物结瘤（表１）。在紫花苜蓿中克隆得到感知结瘤因子ＮＦ的关键基因ＮＯＲＫ（ｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅ）。ＮＯＲＫ系统（ＮＦ感知／传导系统）能引发信号级联反应，调控形成结瘤［１８］。来自百脉根和豌豆的直系同源ＳＹＭＲＫ（ｓｙｍｂｉｏｓｉｓｒｅｃｅｐｔｏｒｌｉｋｅｋｉｎａｓｅ）基因，也是结瘤共生信号转导必需的；ＳＹＭＲＫ和ＮＯＲＫ都是含有核苷酸结合位点、富含亮氨酸的重复序列类受体激酶（ＮＢＳＬＲＲｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅ）［１９］。ＮＩＮ是百脉根在结瘤过程中启动皮层细胞分裂所必需的转录因子，并参与调控ＡＳＬ１８／ＬＢＤ１６ａ（ａｓｙｍｍｅｔｒｉｃｌｅａｖｅｓ２ｌｉｋｅ１８／ｌａｔｅｒａｌｏｒｇａｎｂｏｕｎｄａｒｉｅｓｄｏｍａｉｎ１６ａ）基因；ＡＳＬ１８ａ和ＮＦ－Ｙ共同调节根瘤起始，在ＮＩＮ的下游存在一条侧根发育途径来促进共生结瘤［２０］。对大豆结瘤相关ＱＴＬ进行优化和候选基因挖掘得到的一系列基因例如Ｇｌｙｍａ．０６Ｇ１７７８００、Ｇｌｙｍａ．０６Ｇ１８１３００、Ｇｌｙｍａ．０６Ｇ１７８９００等对于大豆根瘤菌共生结瘤有着至关重要的作用［２１，２２］。豆科植物中固氮根瘤的形成受到长距离信号传递系统的严格控制，结瘤的形成、发育、抑制受到多个分子机制的调控。随着分子生物学的发展，探索豆科植物结瘤分子调控机制成为可能，结瘤相关基因研究是豆科植物结瘤分子调控机制相关的研究热点。２　豆科植物的固氮机理及其分子调控机制１８８６年德国学者赫尔利格尔首次提出了大豆根瘤具有固氮功能，为豆科植物的固氮研究揭开了序幕［２３］。豆科植物的氮素来源有三种：土壤、氮肥、根瘤菌共生固氮。当土壤中的氮素营养不足，植物自身就会进行固氮活动，根瘤共生是豆科植物采用的一种提高氮素吸收重要策略［２４］。２．１　固氮机理根瘤菌侵染豆科植物后形成根瘤共生体，在细胞内固氮酶的催化作用下，将空气中的氮气转化为ＮＨ＋４供植物利用。多年来对豆科植物－根瘤菌共生固氮的研究一直是生物学研究的热点前沿领域。２０２０年Ｄｏｎｇ等研究发现，在豆科植物进化过程中，豆科植物干细胞关键基因ＳＣＲ在皮层细胞表达，另一个干细胞关键转录因子ＳＨＲ在维管束表达后移动到皮层细胞，形成ＳＨＲ－ＳＣＲ干细胞分子模块；该干细胞分子模块赋予豆科植物皮层细胞分裂能力，不仅使豆科植物的皮层区别于非豆科植物，还能被根瘤菌的信号激活，诱导豆科植物苜蓿的皮层分裂，从而产生根瘤，这一发现为解释为什么豆科植物能与根瘤菌共生固氮这

１５８山东农业科学　　　　　　　　　　　　　　第５４卷　一难题提供了有力证据［２５］。利用定量蛋白质组学和修饰组学深入分析苜蓿与根瘤菌的蛋白表达谱，修饰蛋白组学分析发现了２０１２０个磷酸化位点和７３４个乙酰化位点，细胞壁相关激酶和丝氨酸激酶在共生网络中发挥了重要作用；钙调蛋白具有最高的连通程度，是宿主中关键的调节因子；定位了信号肽酶ＤＮＦ１（Ｍｅｄｔｒ３ｇ０２７８９０．１，ＪＣＶＩ）、类信号肽酶（Ｍｅｄｔｒ１ｇ００８２８０．２，ＪＣＶＩ）以及关键肽转运蛋白ＭｔＮ２１（ｎｏｄｕｌｉｎＭｔＮ２１）、ＰＴＲ１（ｐｔｅｒｉｄｉｎｅｒｅｄｕｃｔａｓｅ１），从蛋白质组学和修饰组学方面为根瘤固氮机理的研究提供了新思路［２６］。２．２　固氮酶调控固氮酶是固氮微生物在常温常压下固氮成氨的催化剂，固氮酶的催化机理以及对其化学模拟的研究是国内外的研究热点。对于催化机理的研究已有进展［２７－２９］：通过ＡＴＰ水解提供的能量，在常温常压下将Ｎ２还原成ＮＨ３。ＨＮ＝ＮＨ和Ｈ２Ｎ－ＮＨ２是固氮酶固氮还原机理中重要的２个反应中间体，对其捕获和研究为探究固氮酶的还原机理提供了参考［３０］。利用人工合成的催化剂进行仿生光催化固氮、电化学固氮研究［３１－３３］：通过驱动常温常压下的固氮反应推动工业固氮的节能可持续发展。在非豆科植物的固氮改造方面，联合固氮菌研究发现，分离自我国南方水稻根际土壤的施氏假单胞菌能够新型调控非编码ＲＮＡＮｆｉＳ通过配对结合固氮酶基因ｎｉｆＫｍＲＮＡ优化固氮作用［３４］。高原地区联合固氮菌肥ＢＮ－３对黑青稞的促生效果较好，秸秆粗蛋白含量增加２８．９３％，千粒重增加７．３０％，增产７４．７６％，具备固氮微生物肥料推广的潜力［３５］。研究发现分类上属于Ｂｒａｄｙｒｈｉｚｏｂｉｕｍ和Ｒｈｉｚｏｂｉｕｍ等属的根瘤菌在与甘蔗联合的核心固氮菌群之中，以不结瘤的方式在甘蔗体内活跃地表达固氮酶基因［３６］。联合固氮在非豆科作物中显示出巨大的应用潜力，是生物固氮领域的前沿和发展方向之一。３　氮肥对豆科植物结瘤的调控机理土壤中氮素可分为有机态氮和无机态氮两大类。有机态氮包括蛋白质、尿素、尿酸、胺化物等；无机态氮包括铵态氮和硝态氮两种。植物吸收和同化无机氮素主要通过三条途径：其一，通过硝酸还原酶将无机氮还原为植物可以直接利用的有机氮；其二，直接吸收利用土壤中的有机氮或铵态氮；其三，协同固氮菌对空气中Ｎ２进行固定，即生物固氮［３７］。氮素不仅能够作为营养元素供植物生长发育，而且能够作为信号分子调控植物氮代谢途径中关键基因的表达。在不同氮素浓度下，植物进化出了形态学和生理学上的多层感应和适应机制，即“氮响应”。在豆科植物结瘤调控过程中，许多基因扮演着重要角色。３．１　氮阻遏土壤中无机氮的主要形式是硝酸盐，豆科植物通过形成根瘤来进行固氮。这样可以提高对氮素的吸收，但是植物形成和维持根瘤需要消耗大量的能量。土壤中的无机态氮化物增加到一定数量，会形成氮阻遏，继而会破坏植物氮平衡，影响植物生长发育［２７］。关于氮阻遏机理的假说中，以亚硝酸盐毒性和碳饥饿两种假说研究较为深入。亚硝酸盐毒性假说认为硝酸还原酶和细胞代谢作用将硝酸盐还原为亚硝酸盐并产生一氧化氮，对植物细胞有毒害作用且固氮酶活性降低［３８，３９］。碳饥饿假说则认为高氮导致根瘤中碳分配减少，碳供应的不足导致固氮酶的活性降低［４０］。但是没有研究证明高氮条件下根瘤中亚硝酸盐的积累和碳水化合物的减少能够直接导致固氮酶活性下降，因此这两个假说都存在着争议。植物能通过两种方式应对氮阻遏：其一，结瘤抑制；其二，结瘤的自主调控［４１］。３．１．１　结瘤抑制相关基因的研究　植物能够通过调节根瘤共生的多个阶段，包括根瘤菌感染、根瘤形成、根瘤生长和固氮活性，从而在土壤硝酸盐充足时停止根瘤共生［４２］。在拟南芥中，与ＮＩＮ同一家族的ＮＬＰ（ＮＩＮｌｉｋｅｐｒｏｔｅｉｎ）在硝酸盐信号转导中扮演着重要角色。在抑制结瘤调控研究中，ＮＬＰ基因的突变或下调可防止硝酸盐对根瘤菌侵染、对结瘤形成和对固氮的抑制。蒺藜苜蓿ＮＬＰ１是表达硝酸盐反应性基因所必需的，而且硝酸盐能触发ＮＬＰ１从细胞质到细胞核的重新定位，而ＮＬＰ１在响应硝酸盐后进入细胞核，与ＮＩＮ形成复合体，抑制ＮＩＮ对下游的激活，最终抑制根瘤的形成及氮素的固定，这揭示了ＮＬＰ基因家族在硝酸盐抑制共生结瘤过程中的重要作用，为提高豆科作物应对“氮阻遏”提供了理论基础［４３］。当土壤中氮素条件充足，结瘤的抑制调控开始，百脉

　第３期　　　　　　　迟静娴，等：豆科植物结瘤固氮及其分子调控机制的研究进展根的转录因子ＮＲＳＹＭ１（ｎｉｔｒａｔｅｕｎｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅｓｙｍ）会激活根源性移动肽ＣＬＥ－ＲＳ２（ＣＬＥｂｉｏｓｉｓ１）的产生来响应硝酸盐条件，负调控根ｒｏｏｔｓｉｇｎａｌ２４４］瘤数量，抑制结瘤［。１５９ＤＮ１（ｒｏｏｔｄｅｔｅｒ筛选产生的功能丧失等位基因Ｒ），预计编码功能未知的３５７个ｍｉｎｅｄｎｏｄｕｌａｔｉｏｎ１氨基酸的蛋白质，可能参与启动、响应或传输维管５３］。上述信号，对于正常的根瘤数调节至关重要［３．１．２　结瘤自主调控（ＡＯＮ）相关基因的研究　结瘤有助于豆科植物固氮，但过多的根瘤会争抢光合作用的产物。这是因为固氮作用过度消耗植物自身的碳源，不利于植物生长。ＡＯＮ途径相关基因突变时表现出超结瘤、植株矮小等表型，高浓度的硝酸盐信号会通过激活ＡＯＮ途径来抑制豆４５，４６］。植物激素信号对豆科植科植物结瘤固氮［基因都在结瘤调控中扮演着重要角色。近年来豆科植物结瘤通路相关基因研究成果显著，对于豆科植物氮素吸收调控机制研究具有重要意义。３．２　植物分根试验在氮素调控豆科植物结瘤固氮方面的研究分根试验是通过建立分根系统将植物根系分离，使其共用一个地上部分，从而探究植物系统和局部的调控机制的试验方法。结合嫁接技术改进分根系统，能够制备双根大豆的试验材料，以此进行氮浓度对大豆双根系结瘤和固氮酶活性的影响５４］５研究［。应用双根大豆技术进行的基于１Ｎ示踪物结瘤也有调节作用，研究证明脱落酸、乙烯、细胞分裂素、生长素、油菜素甾醇等激素与根瘤数量４７－４９］。利用在截形苜蓿酵母双杂交文调控有关［库中发现的调控结瘤受体激酶（ＭｔＤＭＩ２）的Ｅ３泛素连接酶，结合数学方法建立受体激酶和泛素连接酶之间“捕食者－被捕食者”负反馈调节的工作模型能够揭示豆科植物与根瘤菌在共生结瘤过程中利用Ｅ３泛素连接酶和结瘤受体激酶控制５０］结瘤数目、调控结瘤平衡的分子机制［。从蒺藜法的双根大豆系统氮素吸收和分配特性研究发现，大豆会优先吸收肥料中的氮素，通过根瘤固氮将氮素运输至地上部之后又被重新运送分配到根和根瘤，在铵态氮和硝态氮５０ｍｇ／Ｌ浓度下不影５５］响大豆对氮素的吸收和分配［。分根试验还用苜蓿、大豆、百脉根等豆科植物中克隆出控制结瘤）。从百脉根中克隆出的第数量相关的基因（表１一个根瘤自动调节基因ＨＡＲ１（ｈｙｐｅｒｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｂｅｒｒａｎｔｒｏｏｔ），编码一个假定的丝氨酸／苏氨酸受体激酶，在植物芽中起作用，能够调控根部发育、结５１］瘤和硝酸盐敏感性［；大豆的ＡＯＮ受ＧｍＮＡＲＫ于研究豆科植物和根瘤菌之间共生关系的复杂调控机制。利用模式豆科植物蒺藜苜蓿的分根接种试验，发现倒Ｙ型嫁接可以培育出具有两种不同根基因型的植物，从而证明ｒｄｎ１突变体中的调节５６］信号缺陷在根中起作用［。应用分根试验探究ＡＯＮ系统发现，在干旱和重金属胁迫下固氮酶活性的调节大多是局部的；而施用外源氮素后，固氮５７］调节在局部和系统水平上均能发挥作用［。（ｇｌｙｃｉｎｅｍａｘｎｏｄｕｌｅａｕｔｏｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅ）５２］控制［。在根瘤调节缺陷的蒺藜苜蓿突变体中　　表１　豆科模式植物豆科模式植物结瘤关键基因基因ＮＩＮ（ｎｏｄｕｌｅｉｎｃｅｐｔｉｏｎ）ＮＦＲ１（ｎｏｄｆａｃｔｏｒｒｅｃｅｐｔｏｒ１）ＮＦＲ５（ｎｏｄｆａｃｔｏｒｒｅｃｅｐｔｏｒ５）ＨＡＲ１（ｈｙｐｅｒｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｂｅｒｒａｎｔｒｏｏｔ１）ＳｙｍＲＫ（ｓｙｍｂｉｏｓｉｓｒｅｃｅｐｔｏｒｌｉｋｅｋｉｎａｓｅ）ＡＳＴＲＡＹＫＬＶ（ＫＬＡＶＩＥＲ）ＭｔＲＤＮ１（ｒｏｏｔｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄｎｏｄｕｌａｔｉｏｎ１）ＮＳＰ２（ｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｓｉｇｎａｌｉｎｇｐａｔｈｗａｙ２）ＥＮＯＤ４０（ｅａｒｌｙｎｏｄｕｌｉｎＧｅｎｅ）ＬＹＫ３（ＬｙｓＭｄｏｍａｉｎｃｏｎｔａｉｎｉｎｇｒｅｃｅｐｔｏｒｌｉｋｅｋｉｎａｓｅ）ＳＵＮＮ功能转录因子ＬｙｓＭ受体激酶ＬｙｓＭ受体激酶ＬＲＲ受体激酶ＮＢＳ－ＬＲＲ受体激酶转录因子；Ｈｙ５ｌｉｋｅ蛋白ＬＲＲ－ＲＬＫ激酶结瘤调控因子结瘤因子信号转导早期结瘤蛋白ＬｙｓＭ受体激酶；ＮＦＲ１ｌｉｋｅ蛋白ＬＲＲ受体激酶ＮＢＳ－ＬＲＲ受体激酶参考文献［５８］［５９，６０］［６１］［５１，６２］［１９］［６３］［６４］［５３］［６５］［６６］［６７］［６８］［１８］百脉根（Ｌｏｔｕｓｊａｐｏｎｉｃｕｓ）蒺藜苜蓿Ｍｅｄｉｃａｇｏｔｒｕｎｃａｔｕｌａ）（紫花苜蓿（Ｍｅｄｉｃａｇｏｓａｔｉｖａ）ＮＯＲＫ（ｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅ）

１６０山东农业科学　　　　　　　　　　　　　　第５４卷　４　豆科植物固氮在农业生产中的应用２０世纪初以来，全球农作物单产的增长在一定程度上依赖于氮肥用量的提高。但是，依赖于施用氮肥所获得的农作物增产是以加剧环境污染为代价的。氮肥的过量施用能够造成土壤中无机氮素的累积、土壤酸碱失衡、水体富营养化，这将严重影响农田生态系统的健康发展。利用豆科植物的固氮作用，通过探索最佳施氮量，并结合轮作、间作和套作等耕作制度可有效实现作物增产，减轻因过量施氮而造成的环境污染。４．１　施氮水平研究施氮量直接影响豆科植物的养分吸收和终产量。在小麦和蚕豆间作系统中，当施氮量增加，小麦对磷养分的吸收速率增大，而蚕豆对磷养分的吸收速率降低；常规施氮水平下，间作蚕豆分枝期至鼓粒期对磷养分的吸收速率提高３８．４％～８９．８％，高施氮下对磷养分的吸收速率提高８．７％～４８．６％［６９］。常规施氮与不施氮条件下利用主茎节数、株高、百粒重、单株荚数、单株粒数和单株粒重对大豆形态与产量相关性状进行ＱＴＬ定位分析，共检测到７１个ＱＴＬｓ：不施氮条件下可检测到２９个，常规施氮下检测到４２个；还有６个ＱＴＬｓ在不施氮条件和常规施氮条件下均能检测到［７０］。对施氮水平进行调控，可以筛选、培育氮高效品种，节氮育种。通过研究不同氮素利用效率的花生品种，发现氮高效型品种比氮低效型品种的荚果氮效率平均高１３．６％。不同花生品种的氮效率和产量存在显著差异，表明选育产量和氮效率双高的品种可行［７１］。在夏花生大田栽培试验中，随着施氮量的增加，氮肥利用率呈现先升高后降低趋势，氮肥偏生产力则呈显著下降趋势，试验条件下最佳施氮量为２４４．７０ｋｇ／ｈｍ２［７２］。施氮量为１４４．３８ｋｇ／ｈｍ２的南方红壤花生荚果产量、株高、单株果重、百果重和百仁重最佳［７３］。在轻度干旱胁迫和施氮９０ｋｇ／ｈｍ２处理下，花育２５号花生干物质与氮素积累量适宜，氮素向生殖器官分配比例和氮肥利用率较高［７４］。经大田试验，施用９０ｋｇ／ｈｍ２氮素能够提高花生的籽仁干重，从而增加氮素积累量和氮肥利用率，花生产量最高时的最适施氮量为７７．１９ｋｇ／ｈｍ２［７５］。因此，合理施加氮肥，控制土壤氮素含量有助于作物生长。４．２　种植模式研究通过多年花生单粒精播技术模式、增产机理、配套技术等研究，创建了以单粒精播技术为关键核心、配套钙肥调控和“三防三促”技术组成的花生单粒精播高产栽培技术体系。研究表明，通过优化光合特性、根系生长、冠层微环境、合理种植密度等方面的单粒精播能够促进花生养分吸收，再结合配套专用肥的应用以实现花生高产［７６－７９］。研究发现禾本科和豆科间作能促进豆科植物共生固氮。禾本科作物根系能分泌上调豆科根部关键结瘤基因ＮＯＤＬ４、生长素响应基因ＧＨ３．１表达的物质，使这些基因过量表达，以促进豆科作物类黄酮物质的分泌、结瘤，从而促进豆科作物固氮［８０］。应用带状轮作复合种植技术，筛选适宜的轮作模式，结合间作套种压缩行距，能够发挥边际效应［８１］。与玉米单种相比，玉米／大豆间作能明显提高青贮玉米产量、品质，玉米／大豆２∶１模式为该地区最佳间作模式，青贮玉米产量为６８．５３ｔ／ｈｍ２；间作也能够改善土壤营养和微生物菌落［８２］。通过对木薯花生间作模式养分吸收与利用优势的比较得出产量和产值优势最佳的是２行木薯间作４行花生（Ｍ２Ｈ４）木薯花生间作模式［８３］。在夏玉米与夏花生间作绿色高效模式栽培技术研究中，花生产量达３０６７．５ｋｇ／ｈｍ２，玉米产量达７３９５ｋｇ／ｈｍ２，效益较单种玉米每公顷增收１．２万～１．５万元。这充分发挥了玉米边际效应和花生固氮优势，与单作相比，不同施氮水平下，玉米花生间作均能促进玉米产量的增加［８４］。与之相反，无论单作还是间作体系中，氮素均能抑制花生根瘤的生长发育，而间作对根瘤生长的抑制作用不显著［８５］。辽西风沙半干旱区玉米与花生间作系统能促进花生根瘤形成，使花生在不施氮条件下的根瘤增加１．７９倍，施氮条件下增加４．８１倍；能够减缓花生氮阻遏作用［８６］。玉米与豌豆间作系统中，间作豌豆根瘤数增幅高达５００％，间距为３０ｃｍ时最大；施氮条件下氮阻遏消减效应在７８．７０％～１６１．２１％之间，说明间作有减缓氮阻遏的作用且优化空间结构（种植间距），有助于强化间作对氮阻遏的减缓效应［８７］。５　展望作为植物需求量最大的营养元素之一，氮素

　第３期　　　　　　　迟静娴，等：豆科植物结瘤固氮及其分子调控机制的研究进展１６１在作物种植中发挥着重要作用。虽然在豆科植物结瘤固氮及其分子调控机制方面已经取得一系列研究进展，但是在氮素调控豆科植物结瘤固氮和吸收利用无机氮素的机制方面还有待进一步研究。如何将豆科植物结瘤固氮的相关分子机制运用到实际农业生产上是关键。随着分子生物学的发展，基因组测序、转录组分析和代谢组学分析等一系列生物信息学技术的应用有助于解析豆科植物结瘤调控机理，结合数学方法建立负反馈调节的工作模型，探寻结瘤固氮通路关键基因，分析不同氮素梯度下结瘤相关基因的表达差异，并且在此基础上探究结瘤固氮的关键基因与氮素吸收利用的关系，找到最佳田间施氮量，能够为豆科植物共生固氮研究提供新思路。同时，比较不同豆科植物栽培品种的氮素吸收利用效率，挖掘主导基因，以实现高产量、低施氮作物品种的改良，进一步提高作物对氮肥的吸收利用率，能够实现作物生产效益的最大化。在生产实践中，充分利用豆科植物的固氮能力来发展不同种间植物的轮作、间作种植技术，优化间作系统种植方式与种植方向，结合推广该技术实现氮肥合理施用、节省氮肥用量，这样能在节本增效的同时减轻因过量施氮造成的环境污染。对豆科植物结瘤固氮的研究为非豆科植物固氮改造奠定了基础，为减少作物对氮肥的依赖和实现农业生产的可持续发展提供了新思路。固氮菌固氮基因调控，固氮与光合作用的偶联是未来的研究重点。未来通过人工设计新型高效联合固氮工程菌以期大幅度提高田间联合固氮效率，可望实现非豆科农作物节肥稳产增效。另外，模拟豆科植物固氮，开展化学模拟生物固氮酶功能研究，以实现在温和条件下催化氮气转化成氨；利用仿生光电催化剂还原空气中的氮气能够实现光、电化学高效固氮，以推动节能和可持续发展。参　考　文　献：［１］　丑敏霞，魏新元．豆科植物共生结瘤的分子基础和调控研究进展［Ｊ］．植物生态学报，２０１０，３４（７）：８７６－８８８．［２］　张学贤，农广，张忠明．根瘤菌与豆科植物之间的“分子对话”［Ｊ］．生物技术通报，１９９５（３）：７－９．［３］　ＤéｎａｒｉéＪ，ＤｅｂｅｌｌéＦ，ＰｒｏｍéＪＣ．Ｒｈｉｚｏｂｉｕｍｌｉｐｏｃｈｉｔｏｏｌｉｇｏｓａｃｃｈａｒｉｄｅｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｆａｃｔｏｒｓ：ｓｉｇｎａｌｉｎｇｍｏｌｅｃｕｌｅｓｍｅｄｉａｔｉｎｇｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎａｎｄｍｏｒｐｈｏｇｅｎｅｓｉｓ［Ｊ］．ＡｎｎｕａｌＲｅｖｉｅｗｏｆＢｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，１９９６，６５（１）：５０３－５３５．［４］　ＦｅｒｇｕｓｏｎＢＪ，ＩｎｄｒａｓｕｍｕｎａｒＡ，ＨａｙａｓｈｉＳ，ｅｔａｌ．Ｍｏｌｅｃｕｌａｒａｎａｌｙｓｉｓｏｆｌｅｇｕｍｅｎｏｄｕｌｅｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｎｄａｕｔｏｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ［Ｊ］．ＪｏｕｒｎａｌｏｆＩｎｔｅｇｒａｔｉｖｅＰｌａｎｔＢｉｏｌｏｇｙ，２０１０，５２（１）：６１－７６．［５］　ＭａｄｓｅｎＬＨ，ＬｅｌａＴ，ＡｎｎａＪ，ｅｔａｌ．ＴｈｅｍｏｌｅｃｕｌａｒｎｅｔｗｏｒｋｇｏｖｅｒｎｉｎｇｎｏｄｕｌｅｏｒｇａｎｏｇｅｎｅｓｉｓａｎｄｉｎｆｅｃｔｉｏｎｉｎｔｈｅｍｏｄｅｌｌｅｇｕｍｅＬｏｔｕｓｊａｐｏｎｉｃｕｓ［Ｊ］．ＮａｔｕｒｅＣｏｍｍｕｎｉｃａｔｉｏｎｓ，２０１０，１（１）：１０．［６］　ＪａｎｅｔＩＳ．Ｅｖｏｌｖｉｎｇｉｄｅａｓｏｆｌｅｇｕｍｅｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｎｄｄｉｖｅｒｓｉｔｙ：ａｔａｘｏｎｏｍｉｃｐｅｒｓｐｅｃｔｉｖｅｏｎｔｈｅｏｃｃｕｒｒｅｎｃｅｏｆｎｏｄｕｌａｔｉｏｎ［Ｊ］．ＴｈｅＮｅｗＰｈｙｔｏｌｏｇｉｓｔ，２００７，１７４（１）：１１－２５．［７］　ＳｐｒｅｎｔＪＩ，ＪａｍｅｓＥＫ．Ｌｅｇｕｍｅｅｖｏｌｕｔｉｏｎ：ｗｈｅｒｅｄｏｎｏｄｕｌｅｓａｎｄｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｓｆｉｔｉｎ？［Ｊ］．ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２００７，１４４（２）：５７５－５８１．［８］　ＣｈａｎｄｌｅｒＭＲ，ＤａｔｅＲＡ，ＲｏｕｇｈｌｅｙＲＪ．ＩｎｆｅｃｔｉｏｎａｎｄｒｏｏｔｎｏｄｕｌｅｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｉｎＳｔｙｌｏｓａｎｔｈｅｓｓｐｅｃｉｅｓｂｙＲｈｉｚｏｂｉｕｍ［Ｊ］．ＪｏｕｒｎａｌｏｆＥｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌＢｏｔａｎｙ，１９８２，１：４７－５７．［９］　ＣｈａｎｄｌｅｒＭＲ．ＳｏｍｅｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓｏｆｉｎｆｅｃｔｉｏｎｏｆＡｒａｃｈｉｓｈｙｐｏｇａｅａＬ．ｂｙＲｈｉｚｏｂｉｕｍ［Ｊ］．ＪｏｕｒｎａｌｏｆＥｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌＢｏｔａｎｙ，１９７８，２９（３）：７４９－７５５．［１０］ＮｉｇａｍＳＮ，ＮａｍｂｉａｒＰＴＣ，ＤｗｉｖｅｄｉＳＬ，ｅｔａｌ．Ｇｅｎｅｔｉｃｓｏｆｎｏｎｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｉｎｇｒｏｕｎｄｎｕｔ（ＡｒａｃｈｉｓｈｙｐｏｇａｅａＬ．）ｓｔｕｄｉｅｓｗｉｔｈｓｉｎｇｌｅａｎｄｍｉｘｅｄＲｈｉｚｏｂｉｕｍｓｔｒａｉｎｓ［Ｊ］．Ｅｕｐｈｙｔｉｃａ，１９８２，３１（３）：６９１－６９３．［１１］ＰａｎｃｈｏｌｙＳＫ，ＳｍｍＢ，ＧｏｒｂｅｔＤＷ．Ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎｏｆｓｅｅｄｓｏｂｔａｉｎｅｄｆｒｏｍｎｏｎｎｏｄｕｌａｔｉｎｇａｎｄｎｏｄｕｌａｔｉｎｇｐｅａｎｕｔｌｉｎｅｓａｎｄｃｕｌｔｉｖａｒｓ［Ｊ］．ＰｅａｎｕｔＳｃｉｅｎｃｅ，１９８２，９（１）：５０－５２．［１２］ＤｕｔｔａＭ，ＲｅｄｄｙＬＪ．Ｆｕｒｔｈｅｒｓｔｕｄｉｅｓｏｎｇｅｎｅｔｉｃｓｏｆｎｏｎｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｉｎｐｅａｎｕｔ［Ｊ］．ＣｒｏｐＥｎｃｅ，１９８８，２８（１）：６０－６２．［１３］ＰｅｎｇＺ，ＬｉｕＦ，ＷａｎｇＬ，ｅｔａｌ．Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅｐｒｏｆｉｌｅｓｒｅｖｅａｌｇｅｎｅｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｐｅａｎｕｔ（ＡｒａｃｈｉｓｈｙｐｏｇａｅａＬ．）ｎｏｄｕｌａｔｉｏｎ［Ｊ］．ＳｃｉｅｎｔｉｆｉｃＲｅｐｏｒｔｓ，２０１７，７（１）：４００６６．［１４］ＰｅｎｇＺ，ＣｈｅｎＨ，ＴａｎＬ，ｅｔａｌ．ＮａｔｕｒａｌｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍｓｉｎａｐａｉｒｏｆＮＳＰ２ｈｏｍｏｅｏｌｏｇｓｃａｎｃａｕｓｅｌｏｓｓｏｆｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｉｎｐｅａｎｕｔ［Ｊ］．ＪｏｕｒｎａｌｏｆＥｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌＢｏｔａｎｙ，２０２１，７２（４）：１１０４－１１１８．［１５］ＧｉｌｌｅｒＫＥ，ＮａｍｂｉａｒＰＴＣ，ＲａｏＢＳ，ｅｔａｌ．Ａｃｏｍｐａｒｉｓｏｎｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎｉｎｇｅｎｏｔｙｐｅｓｏｆｇｒｏｕｎｄｎｕｔ（ＡｒａｃｈｉｓｈｙｐｏｇａｅａＬ．）ｕｓｉｎｇ１５Ｎｉｓｏｔｏｐｅｄｉｌｕｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｂｉｏｌ．Ｆｅｒｔｉｌ．Ｓｏｉｌｓ，１９８７，５（１）：２３－２５．［１６］ＨｏｌｌＦＢ．ＨｏｓｔｐｌａｎｔｃｏｎｔｒｏｌｏｆｔｈｅｉｎｈｅｒｉｔａｎｃｅｏｆｄｉｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎｉｎｔｈｅＰｉｓｕｍＲｈｉｚｏｂｉｕｍｓｙｍｂｉｏｓｉｓ［Ｊ］．Ｅｕｐｈｙｔｉｃａ，１９７５，２４（３）：７６７－７７０．［１７］ＫｎｅｅｎＢＥ，ＬａｒｕｅＴＡ．ＮｏｄｕｌａｔｉｏｎｒｅｓｉｓｔａｎｔｍｕｔａｎｔｏｆＰｌｓｕｍｓａｔｌｖｕｍ（Ｌ．）［Ｊ］．ＴｈｅＪｏｕｒｎａｌｏｆＨｅｒｅｄｉｔｙ，１９８４，７５（３）：２３８－２４０．

１６２山东农业科学　　　　　　　　　　　　　　第５４卷　［１８］ＧａｂｒｉｅｌｌａＥ，ＡｔｔｉｌａＫ，ＺｏｌｔáｎＫ，ｅｔａｌ．Ａｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅｇｅｎｅｒｅｇｕｌａｔｉｎｇｓｙｍｂｉｏｔｉｃｎｏｄｕｌｅｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，２００２，４１７（６８９２）：９６２－９６６．［１９］ＳｉｌｋｅＳ，ＣａｔｈｅｒｉｎｅＫ，ＳａｔｏｋｏＹ，ｅｔａｌ．Ａｐｌａｎｔｒｅｃｅｐｔｏｒｌｉｋｅｋｉｎａｓｅｒｅｑｕｉｒｅｄｆｏｒｂｏｔｈｂａｃｔｅｒｉａｌａｎｄｆｕｎｇａｌｓｙｍｂｉｏｓｉｓ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，２００２，４１７（６８９２）：９５９－９６２．［２０］ＳｏｙａｎｏＴ，ＳｈｉｍｏｄａＹ，ＫａｗａｇｕｃｈｉＭ，ｅｔａｌ．ＡｓｈａｒｅｄｇｅｎｅｄｒｉｖｅｓｌａｔｅｒａｌｒｏｏｔｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｎｄｒｏｏｔｎｏｄｕｌｅｓｙｍｂｉｏｓｉｓｐａｔｈｗａｙｓｉｎＬｏｔｕｓ［Ｊ］．Ｓｃｉｅｎｃｅ，２０１９，３６６（６４６８）：１０２１－１０２３．［２１］李健依，王悦，辛大伟，等．大豆结瘤相关ＱＴＬ优化和候选基因挖掘［Ｊ］．中国油料作物学报，２０２０，４２（１）：３７－４３．［２２］孙志君，陈庆山，蔡英博，等．基于大豆导入系群体结瘤相关性状ＱＴＬ定位及基因挖掘［Ｊ］．中国油料作物学报，２０２０，４２（１）：２５－３６．［２３］黄群策，陈启锋，李志真．生物固氮研究的前景［Ｊ］．科技导报，１９９９（１）：２６－２９．［２４］ＮｉｓｈｉｄａＨ，ＳｕｚａｋｉＴ．Ｎｉｔｒａｔｅｍｅｄｉａｔｅｄｃｏｎｔｒｏｌｏｆｒｏｏｔｎｏｄｕｌｅｓｙｍｂｉｏｓｉｓ［Ｊ］．ＣｕｒｒｅｎｔＯｐｉｎｉｏｎｉｎＰｌａｎｔＢｉｏｌｏｇｙ，２０１８，４４：１２９－１３６．［２５］ＤｏｎｇＷ，ＺｈｕＹ，ＣｈａｎｇＨ，ｅｔａｌ．ＡｎＳＨＲＳＣＲｍｏｄｕｌｅｓｐｅｃｉｆｉｅｓｌｅｇｕｍｅｃｏｒｔｉｃａｌｃｅｌｌｆａｔｅｔｏｅｎａｂｌｅｎｏｄｕｌａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，２０２１，５８９：５８６－５９０．［２６］ＭａｒｘＨ，ＭｉｎｏｇｕｅＣＥ，ＪａｙａｒａｍａｎＤ，ｅｔａｌ．ＡｐｒｏｔｅｏｍｉｃａｔｌａｓｏｆｔｈｅｌｅｇｕｍｅＭｅｄｉｃａｇｏｔｒｕｎｃａｔｕｌａａｎｄｉｔｓｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘｉｎｇｅｎｄｏｓｙｍｂｉｏｎｔＳｉｎｏｒｈｉｚｏｂｉｕｍｍｅｌｉｌｏｔｉ［Ｊ］．ＮａｔｕｒｅＢｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，２０１６，３４（１１）：１１９８．［２７］郜习信．豆科植物的固氮机理及固氮量的计算方法［Ｊ］．河南科技，１９８６（１）：２２．［２８］ＨｏｆｆｍａｎＢＭ，ＤｅａｎＤＲ，ＳｅｅｆｅｌｄｔＬＣ．Ｃｌｉｍｂｉｎｇｎｉｔｒｏｇｅｎａｓｅ：ｔｏｗａｒｄａｍｅｃｈａｎｉｓｍｏｆｅｎｚｙｍａｔｉｃｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎ［Ｊ］．ＡｃｃｏｕｎｔｓｏｆＣｈｅｍｉｃａｌＲｅｓｅａｒｃｈ，２００９，４２（５）：６０９－６１９．［２９］ＨｏｆｆｍａｎＢＭ，ＬｕｋｏｙａｎｏｖＤ，ＹａｎｇＺＹ，ｅｔａｌ．Ｍｅｃｈａｎｉｓｍｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎｂｙｎｉｔｒｏｇｅｎａｓｅ：ｔｈｅｎｅｘｔｓｔａｇｅ［Ｊ］．ＣｈｅｍｉｃａｌＲｅｖｉｅｗｓ，２０１４，１１４：４０４１－４０６２．［３０］陈全亮，陈洪斌，曹泽星，等．固氮酶催化活性中心及其化学模拟［Ｊ］．中国科学（化学），２０１４，４４（１２）：１８４９－１８６４．［３１］肖瑶，胡文娟，任衍彪，等．仿生光电催化固氮［Ｊ］．化学进展，２０１８，３０（４）：３２５－３３７．［３２］陈上．表面修饰层状结构半导体光催化还原空气中关键组分的研究［Ｄ］．武汉：华中师范大学，２０１９．［３３］ＬｉＲ．Ｐｈｏｔｏｃａｔａｌｙｔｉｃｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎ：ａｎａｔｔｒａｃｔｉｖｅａｐｐｒｏａｃｈｆｏｒａｒｔｉｆｉｃｉａｌｐｈｏｔｏｃａｔａｌｙｓｉｓ［Ｊ］．ＣｈｉｎｅｓｅＪｏｕｒｎａｌｏｆＣａｔａｌｙｓｉｓ，２０１８，３９（７）：１１８０－１１８８．［３４］ＺｈａｎＹＨ，ＹａｎＹＬ，ＤｅｎｇＺＰ，ｅｔａｌ．ＴｈｅｎｏｖｅｌｒｅｇｕｌａｔｏｒｙｎｃＲＮＡ，ＮｆｉＳ，ｏｐｔｉｍｉｚｅｓｎｉｔｒｏｇｅｎｆｉｘａｔｉｏｎｖｉａｂａｓｅｐａｉｒｉｎｇｗｉｔｈｔｈｅｎｉｔｒｏｇｅｎａｓｅｇｅｎｅｎｉｆＫｍＲＮＡｉｎＰｓｅｕｄｏｍｏｎａｓｓｔｕｔｚｅｒｉＡ１５０１［Ｊ］．ＰｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓｏｆｔｈｅＮａｔｉｏｎａｌＡｃａｄｅｍｙｏｆＳｃｉｅｎｃｅｓ，２０１６，１１３（３０）：Ｅ４３４８－Ｅ４３５６．［３５］赵伟进，张格杰，王孝先，等．高原地区联合固氮菌肥对黑青稞的促生效应［Ｊ］．甘肃农业大学学报，２０１９，５４（６）：５５－６１．［３６］林丽，李杨瑞，安千里．甘蔗联合固氮的回顾与展望［Ｊ］．生物技术通报，２０１９，３５（１０）：４６－５６．［３７］许振柱，周广胜．植物氮代谢及其环境调节研究进展［Ｊ］．应用生态学报，２００４，１５（３）：５１１－５１６．［３８］ＫａｔｏＫ，ＫａｎａｈａｍａＫ，ＫａｎａｙａｍａＹ．ＩｎｖｏｌｖｅｍｅｎｔｏｆｎｉｔｒｉｃｏｘｉｄｅｉｎｔｈｅｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎａｓｅａｃｔｉｖｉｔｙｂｙｎｉｔｒａｔｅｉｎＬｏｔｕｓｒｏｏｔｎｏｄｕｌｅｓ［Ｊ］．ＪｏｕｒｎａｌｏｆＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２０１０，１６７（３）：２３８－２４１．［３９］ＶｅｓｓｅｙＪＫ，ＷａｔｅｒｅｒＪ．Ｉｎｓｅａｒｃｈｏｆｔｈｅｍｅｃｈａｎｉｓｍｏｆｎｉｔｒａｔｅｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎａｓｅａｃｔｉｖｉｔｙｉｎｌｅｇｕｍｅｎｏｄｕｌｅｓ：ｒｅｃｅｎｔｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｓ［Ｊ］．Ｐｈｙｓｉｏｌ．Ｐｌａｎｔ，１９９２，８４（１）：１７１－１７６．［４０］ＢａｃａｎａｍｗｏＭ，ＨａｒｐｅｒＪＥ．ＲｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎａｓｅａｃｔｉｖｉｔｙｉｎＢｒａｄｙｒｈｉｚｏｂｉｕｍｊａｐｏｎｉｃｕｍ／ｓｏｙｂｅａｎｓｙｍｂｉｏｓｉｓｂｙｐｌａｎｔＮｓｔａｔｕｓａｓｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄｂｙｓｈｏｏｔＣ∶Ｎｒａｔｉｏ［Ｊ］．ＰｈｙｓｉｏｌｏｇｉａＰｌａｎｔａｒｕｍ，２０１０，９８（３）：５２９－５３８．［４１］ＴａｋｕｙａＳ，ＥｍｉｋｏＹ，ＭａｓａｙｏｓｈｉＫ．Ｌｅｇｕｍｉｎｏｕｓｐｌａｎｔｓ：ｉｎｖｅｎｔｏｒｓｏｆｒｏｏｔｎｏｄｕｌｅｓｔｏａｃｃｏｍｍｏｄａｔｅｓｙｍｂｉｏｔｉｃＢａｃｔｅｒｉａ［Ｊ］．ＩｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌＲｅｖｉｅｗｏｆＣｅｌｌａｎｄＭｏｌｅｃｕｌａｒＢｉｏｌｏｇｙ，２０１５，３１６：１１１－１５８．［４２］ＳｔｒｅｅｔｅｒＪ，ＷｏｎｇＰＰ．ＩｎｈｉｂｉｔｉｏｎｏｆｌｅｇｕｍｅｎｏｄｕｌｅｆｏｒｍａｔｉｏｎａｎｄＮ２ｆｉｘａｔｉｏｎｂｙｎｉｔｒａｔｅ［Ｊ］．ＣｒｉｔｉｃａｌＲｅｖｉｅｗｓｉｎＰｌａｎｔＳｃｉｅｎｃｅｓ，１９８８，７：１－２３．［４３］ＬｉｎＪＳ，ＬｉＸＬ，ＬｕｏＺＰ，ｅｔａｌ．ＮＩＮｉｎｔｅｒａｃｔｓｗｉｔｈＮＬＰｓｔｏｍｅｄｉａｔｅｎｉｔｒａｔｅｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎｏｆｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｉｎＭｅｄｉｃａｇｏｔｒｕｎｃａｔｕｌａ［Ｊ］．ＮａｔｕｒｅＰｌａｎｔｓ，２０１８，４（１１）：９４２－９５２．［４４］ＮｉｓｈｉｄａＨ，ＴａｎａｋａＳ，ＨａｎｄａＹ，ｅｔａｌ．ＡＮＩＮＬＩＫＥＰＲＯＴＥＩＮｍｅｄｉａｔｅｓｎｉｔｒａｔｅｉｎｄｕｃｅｄｃｏｎｔｒｏｌｏｆｒｏｏｔｎｏｄｕｌｅｓｙｍｂｉｏｓｉｓｉｎＬｏｔｕｓｊａｐｏｎｉｃｕｓ［Ｊ］．ＮａｔｕｒｅＣｏｍｍｕｎｉｃａｔｉｏｎｓ，２０１８，９（１）：４１４－４９９．［４５］ＹｏｓｈｉｄａＣ，ＦｕｎａｙａｍａＮｏｇｕｃｈｉＳ，ＫａｗａｇｕｃｈｉＭ．Ｐｌｅｎｔｙ，ａｎｏｖｅｌｈｙｐｅｒｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｍｕｔａｎｔｉｎＬｏｔｕｓｊａｐｏｎｉｃｕｓ［Ｊ］．ＰｌａｎｔａｎｄＣｅｌｌＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２０１０，５１（９）：１４２５－１４３５．［４６］罗振鹏，谢芳．硝酸盐调控豆科植物与根瘤菌共生固氮的机制研究［Ｊ］．生物技术通报，２０１９，３５（１０）：３４－３９．［４７］ＰｅｎｍｅｔｓａＶＲ，ＵｒｉｂｅＰ，ＡｎｄｅｒｓｏｎＪ，ｅｔａｌ．ＴｈｅＭｅｄｉｃａｇｏｔｒｕｎｃａｔｕｌａｏｒｔｈｏｌｏｇｏｆＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓＥＩＮ２，ｓｉｃｋｌｅ，ｉｓａｎｅｇａｔｉｖｅｒｅｇｕｌａｔｏｒｏｆｓｙｍｂｉｏｔｉｃａｎｄｐａｔｈｏｇｅｎｉｃｍｉｃｒｏｂｉａｌａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎｓ［Ｊ］．ＴｈｅＰｌａｎｔＪｏｕｒｎａｌｆｏｒＣｅｌｌａｎｄＭｏｌｅｃｕｌａｒＢｉｏｌｏｇｙ，２００８，５５（４）：５８０－５９５．［４８］ＤｉｎｇＹＬ，ＫａｌｏＰ，ＹｅｎｄｒｅｋＣ，ｅｔａｌ．ＡｂｓｃｉｓｉｃａｃｉｄｃｏｏｒｄｉｎａｔｅｓｎｏｄｆａｃｔｏｒａｎｄｃｙｔｏｋｉｎｉｎｓｉｇｎａｌｉｎｇｄｕｒｉｎｇｔｈｅｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｉｎＭｅｄｉｃａｇｏｔｒｕｎｃａｔｕｌａ［Ｊ］．ＴｈｅＰｌａｎｔＣｅｌｌ，２００８，２０（１０）：２６８１－２６９５．

　第３期　　　　　　　迟静娴，等：豆科植物结瘤固氮及其分子调控机制的研究进展１６３［４９］ＤｕｇａｌｄＥＲｅｉｄ，ＡｎｎｅＢＨｅｃｋｍａｎｎ，ＯｎｄˇｒｅｊＮｏｖáｋ，ｅｔａｌ．ＣＹＴＯＫＩＮＩＮＯＸＩＤＡＳＥ／ＤＥＨＹＤＲＯＧＥＮＡＳＥ３ｍａｉｎｔａｉｎｓｃｙｔｏｋｉｎｉｎｈｏｍｅｏｓｔａｓｉｓｄｕｒｉｎｇｒｏｏｔａｎｄｎｏｄｕｌｅｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｉｎＬｏｔｕｓｊａｐｏｎｉｃｕｓ［Ｊ］．ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２０１６，１７０（２）：１０６０－１０７４．［５０］ＬｉｕＪ，ＪｉｅＤ，ＺｈｕＦ，ｅｔａｌ．ＴｈｅＭｔＤＭＩ２ＭｔＰＵＢ２ｎｅｇａｔｉｖｅｆｅｅｄｂａｃｋｌｏｏｐｐｌａｙｓａｒｏｌｅｉｎｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｈｏｍｅｏｓｔａｓｉｓ［Ｊ］．ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２０１８，１７６（４）：１５８７－２０１７．［５１］ＬｅｎｅＫ，ＬｅｎｅＨＭ，ＳｈｕｓｅｉＳ，ｅｔａｌ．Ｓｈｏｏｔｃｏｎｔｒｏｌｏｆｒｏｏｔｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｎｄｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｉｓｍｅｄｉａｔｅｄｂｙａｒｅｃｅｐｔｏｒｌｉｋｅｋｉｎａｓｅ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，２００２，４２０（６９１４）：４２２－４２６．［５２］ＩａｉｎＲＳ，ＡｒｔｅｍＥＭ，ＴｉｔｅｋｉＳＬ，ｅｔａｌ．ＬｏｎｇｄｉｓｔａｎｃｅｓｉｇｎａｌｉｎｇｉｎｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｄｉｒｅｃｔｅｄｂｙａＣＬＡＶＡＴＡ１ｌｉｋｅｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅ［Ｊ］．Ｓｃｉｅｎｃｅ（ＮｅｗＹｏｒｋ，Ｎ．Ｙ．），２００３，２９９（５６０３）：１０８－１１２．［５３］ＳｃｈｎａｂｅｌＥＬ，ＫａｓｓａｗＴＫ，ＳｍｉｔｈＬＳ，ｅｔａｌ．ＴｈｅＲＯＯＴＤＥＴＥＲＭＩＮＥＤＮＯＤＵＬＡＴＩＯＮ１ｇｅｎｅｒｅｇｕｌａｔｅｓｎｏｄｕｌｅｎｕｍｂｅｒｉｎｒｏｏｔｓｏｆＭｅｄｉｃａｇｏｔｒｕｎｃａｔｕｌａａｎｄｄｅｆｉｎｅｓａｈｉｇｈｌｙｃｏｎｓｅｒｖｅｄ，ｕｎｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅｄｐｌａｎｔｇｅｎｅｆａｍｉｌｙ［Ｊ］．ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２０１１，１５７（１）：３２８－３４０．［５４］ＸｉａＸ，ＭａＣＭ，ＤｏｎｇＳＫ，ｅｔａｌ．Ｅｆｆｅｃｔｓｏｆｎｉｔｒｏｇｅｎｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓｏｎｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｎｄｎｉｔｒｏｇｅｎａｓｅａｃｔｉｖｉｔｙｉｎｄｕａｌｒｏｏｔｓｙｓｔｅｍｓｏｆｓｏｙｂｅａｎｐｌａｎｔｓ［Ｊ］．ＳｏｉｌＳｃｉｅｎｃｅａｎｄＰｌａｎｔＮｕｔｒｉｔｉｏｎ，２０１７，６３（５）：４７０－４８２．［５５］马春梅，王晶，夏玄，等．基于１５Ｎ示踪法的双根大豆系统氮素吸收和分配特性研究［Ｊ］．植物营养与肥料学报，２０１９，２５（１１）：１９０９－１９１９．［５６］ＫａｓｓａｗＴＫ，ＦｒｕｇｏｌｉＪＡ．ＳｉｍｐｌｅａｎｄｅｆｆｉｃｉｅｎｔｍｅｔｈｏｄｓｔｏｇｅｎｅｒａｔｅｓｐｌｉｔｒｏｏｔｓａｎｄｇｒａｆｔｅｄｐｌａｎｔｓｕｓｅｆｕｌｆｏｒｌｏｎｇｄｉｓｔａｎｃｅｓｉｇｎａｌｉｎｇｓｔｕｄｉｅｓｉｎＭｅｄｉｃａｇｏｔｒｕｎｃａｔｕｌａａｎｄｏｔｈｅｒｓｍａｌｌｐｌａｎｔｓ［Ｊ］．ＰｌａｎｔＭｅｔｈｏｄｓ，２０１２，８（１）：３８．［５７］ＬａｒｒａｉｎｚａｒＥ，ＧｉｌＱｕｉｎｔａｎａＥ，ＡｒｒｅｓｅＩｇｏｒＣ，ｅｔａｌ．Ｓｐｌｉｔｒｏｏｔｓｙｓｔｅｍｓａｐｐｌｉｅｄｔｏｔｈｅｓｔｕｄｙｏｆｔｈｅｌｅｇｕｍｅｒｈｉｚｏｂｉａｌｓｙｍｂｉｏｓｉｓ：ｗｈａｔｈａｖｅｗｅｌｅａｒｎｅｄ？［Ｊ］．ＪｏｕｒｎａｌｏｆＩｎｔｅｇｒａｔｉｖｅＰｌａｎｔＢｉｏｌｏｇｙ，２０１４，５６（１２）：１１１８－１１２４．［５８］ＳｃｈａｕｓｅｒＬ，ＲｏｕｓｓｉｓＡ，ＳｔｉｌｌｅｒＪ，ｅｔａｌ．Ａｐｌａｎｔｒｅｇｕｌａｔｏｒｃｏｎｔｒｏｌｌｉｎｇｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｏｆｓｙｍｂｉｏｔｉｃｒｏｏｔｎｏｄｕｌｅｓ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，１９９９，４０２（６７５８）：１９１－１９５．［５９］ＭａｄｓｅｎＥＢ，ＡｎｔｏｌíｎＬｌｏｖｅｒａＭ，ＧｒｏｓｓｍａｎｎＣ，ｅｔａｌ．ＡｕｔｏｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｔｉｏｎｉｓｅｓｓｅｎｔｉａｌｆｏｒｔｈｅｉｎｖｉｖｏｆｕｎｃｔｉｏｎｏｆｔｈｅＬｏｔｕｓｊａｐｏｎｉｃｕｓＮｏｄｆａｃｔｏｒｒｅｃｅｐｔｏｒ１ａｎｄｒｅｃｅｐｔｏｒｍｅｄｉａｔｅｄｓｉｇｎａｌｌｉｎｇｉｎｃｏｏｐｅｒａｔｉｏｎｗｉｔｈｎｏｄｆａｃｔｏｒｒｅｃｅｐｔｏｒ５［Ｊ］．ＰｌａｎｔＪｏｕｒｎａｌｆｏｒＣｅｌｌ＆ＭｏｌｅｃｕｌａｒＢｉｏｌｏｇｙ，２０１１，６５（３）：４０４－４１７．［６０］ＲａｄｕｔｏｉｕＳ，ＭａｄｓｅｎＬＨ，ＭａｄｓｅｎＥＢ，ｅｔａｌ．ＰｌａｎｔｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎｏｆｓｙｍｂｉｏｔｉｃｂａｃｔｅｒｉａｒｅｑｕｉｒｅｓｔｗｏＬｙｓＭｒｅｃｅｐｔｏｒｌｉｋｅｋｉｎａｓｅｓ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，２００３，４２５（６９５８）：５８５－５９２．［６１］ＭａｄｓｅｎＥＢ，ＭａｄｓｅｎＬＨ，ＲａｄｕｔｏｉｕＳ，ｅｔａｌ．ＡｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅｇｅｎｅｏｆｔｈｅＬｙｓＭｔｙｐｅｉｓｉｎｖｏｌｖｅｄｉｎｌｅｇｕｍｅｐｅｒｃｅｐｔｉｏｎｏｆｒｈｉｚｏｂｉａｌｓｉｇｎａｌｓ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，２００３，４２５（６９５８）：６３７－６４０．［６２］ＮｉｓｈｉｍｕｒａＲ，ＨａｙａｓｈｉＭ，ＷｕＧＪ，ｅｔａｌ．ＨＡＲ１ｍｅｄｉａｔｅｓｓｙｓｔｅｍｉｃｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｓｙｍｂｉｏｔｉｃｏｒｇａｎｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，２００２，４２０（６９１４）：４２６－４２９．［６３］ＮｉｓｈｉｍｕｒａＲ，ＯｈｍｏｒｉＭ，ＦｕｊｉｔａＨ，ｅｔａｌ．ＡＬｏｔｕｓｂａｓｉｃｌｅｕｃｉｎｅｚｉｐｐｅｒｐｒｏｔｅｉｎｗｉｔｈａＲＩＮＧ－ｆｉｎｇｅｒｍｏｔｉｆｎｅｇａｔｉｖｅｌｙｒｅｇｕｌａｔｅｓｔｈｅｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌｐｒｏｇｒａｍｏｆｎｏｄｕｌａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｐｒｏｃ．Ｎａｔｌ．ＡｃａｄＳｃｉ．ＵＳＡ，２００２，９９（２３）：１５２０６－１５２１０．［６４］ＭｉｙａｚａｗａＨ，ＯｋａＫｉｒａＥ，ＳａｔｏＮ，ｅｔａｌ．ＴｈｅｒｅｃｅｐｔｏｒｌｉｋｅｋｉｎａｓｅＫＬＡＶＩＥＲｍｅｄｉａｔｅｓｓｙｓｔｅｍｉｃｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｎｏｄｕｌａｔｉｏｎａｎｄｎｏｎｓｙｍｂｉｏｔｉｃｓｈｏｏｔｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｉｎＬｏｔｕｓｊａｐｏｎｉｃｕｓ［Ｊ］．Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ，２０１０，１３７：４３１７－４３２５．［６５］ＯｌｄｒｏｙｄＧＥＤ，ＬｏｎｇＳＲ．ＩｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎａｎｄｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎｏｆＮｏｄｕｌａｔｉｏｎＳｉｇｎａｌｉｎｇＰａｔｈｗａｙ２，ａｇｅｎｅｏｆＭｅｄｉｃａｇｏｔｒｕｎｃａｔｕｌａｉｎｖｏｌｖｅｄｉｎｎｏｄｆａｃｔｏｒｓｉｇｎａｌｉｎｇ［Ｊ］．ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２００３，１３１（３）：１０２７－１０３２．［６６］ＦａｎｇＹ，ＨｉｒｓｃｈＡＭ．ＳｔｕｄｙｉｎｇｅａｒｌｙｎｏｄｕｌｉｎｇｅｎｅＥＮＯＤ４０ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎａｎｄｉｎｄｕｃｔｉｏｎｂｙｎｏｄｕｌａｔｉｏｎｆａｃｔｏｒａｎｄｃｙｔｏｋｉｎｉｎｉｎｔｒａｎｓｇｅｎｉｃａｌｆａｌｆａ［Ｊ］．ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，１９９８，１１６（１）：５３－６８．［６７］ＬｉｍｐｅｎｓＥ，ＦｒａｎｋｅｎＣ，ＳｍｉｔＰ，ｅｔａｌ．ＬｙｓＭｄｏｍａｉｎｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅｓｒｅｇｕｌａｔｉｎｇｒｈｉｚｏｂｉａｌｎｏｄｆａｃｔｏｒｉｎｄｕｃｅｄｉｎｆｅｃｔｉｏｎｓ［Ｊ］．Ｓｃｉｅｎｃｅ，２００３，３０２：６３０－６３３．［６８］ＥｌｉｓｅＳ，ＥｔｉｅｎｎｅＰａｓｃａｌＪ，ＦｅｒｎａｎｄａＣＮＤ．ＴｈｅＭｅｄｉｃａｇｏｔｒｕｎｃａｔｕｌａＳＵＮＮｇｅｎｅｅｎｃｏｄｅｓａＣＬＶ１ｌｉｋｅｌｅｕｃｉｎｅｒｉｃｈｒｅｐｅａｔｒｅｃｅｐｔｏｒｋｉｎａｓｅｔｈａｔｒｅｇｕｌａｔｅｓｎｏｄｕｌｅｎｕｍｂｅｒａｎｄｒｏｏｔｌｅｎｇｔｈ［Ｊ］．ＰｌａｎｔＭｏｌｅｃｕｌａｒＢｉｏｌｏｇｙ，２００５，５８（６）：８０９－８２２．［６９］刘英超，郑毅，汤利．不同施氮水平对间作小麦、蚕豆磷吸收的影响［Ｊ］．西南农业学报，２０２０，３３（５）：１３４－１４０．［７０］苏代群，张楷歆，李文霞，等．不同施氮条件下大豆形态与产量相关性状的ＱＴＬ分析［Ｊ］．大豆科学，２０２０，３９（２）：１９８－２０４．［７１］王春晓，凌飞，鹿泽启，等．不同氮效率花生品种氮素累积与利用特征［Ｊ］．中国生态农业学报（中英文），２０１９，２７（１１）：１７０６－１７１３．［７２］张毅，张佳蕾，郭峰，等．不同施氮量对麦茬夏花生氮素吸收分配及产量的影响［Ｊ］．花生学报，２０１８，４７（３）：５２－５６．［７３］林小兵，周利军，黄尚书，等．不同施氮量下南方红壤花生农艺性状、产量及土壤养分的变化［Ｊ］．热带作物学报，２０２０，４１（６）：１０７６－１０８３．［７４］张智猛，戴良香，慈敦伟，等．生育后期干旱胁迫与施氮量对花生产量及氮素吸收利用的影响［Ｊ］．中国油料作物学报，２０１９，４１（４）：６１４－６２１．［７５］戴良香，张智猛，张冠初，等．氮肥用量对花生氮素吸收与分配的影响［Ｊ］．核农学报，２０２０，３４（２）：３７０－３７５．［７６］冯烨，郭峰，李宝龙，等．单粒精播对花生根系生长、根冠比和产量的影响［Ｊ］．作物学报，２０１３，３９（１２）：２２２８－２２３７．

１６４山东农业科学　　　　　　　　　　　　　　第５４卷　［７７］郭峰，梁晓艳，万书波，等．一种单粒精播用花生专用肥及其制备方法［Ｐ］．中国：ＣＮ１０５８８４５１３Ａ，２０１６－０８－２６．［７８］梁晓艳，郭峰，张佳蕾，等．不同密度单粒精播对花生养分吸收及分配的影响［Ｊ］．中国生态农业学报，２０１６，２４（７）：８９３－９０１．［７９］梁晓艳，郭峰，张佳蕾，等．单粒精播对花生冠层微环境、光合特性及产量的影响［Ｊ］．应用生态学报，２０１５，２６（１２）：３７００－３７０６．［８０］王新宇，高英志．禾本科／豆科间作促进豆科共生固氮机理研究进展［Ｊ］．科学通报，２０２０，６５（Ｚ１）：１４２－１４９．［８１］唐朝辉，张佳蕾，郭峰，等．小麦－玉米／／花生带状轮作理论与技术［Ｊ］．山东农业科学，２０１８，５０（６）：１１１－１１５．［８２］瓮巧云，黄新军，许翰林，等．玉米／大豆间作模式对青贮玉米产量、品质及土壤营养、根际微生物的影响［Ｊ］．核农学报，２０２１，３５（２）：４６２－４７０．［８３］刘子凡，苏必孟，黄洁，等．木薯花生间作模式养分吸收与利用优势的比较［Ｊ］．湖南农业大学学报（自然科学版），２０１９，４５（５）：４７８－４８４．［８４］韩秀丽．夏玉米与夏花生间作绿色高效模式栽培技术［Ｊ］．现代农业科技，２０２０（５）：２４－２５．［８５］原小燕，符明联，张云云，等．施氮量对生育中期玉米花生单作及间作植株生长发育的影响［Ｊ］．花生学报，２０１８，４７（４）：１９－２５．［８６］冯晨，冯良山，孙占祥，等．辽西半干旱区不同施氮水平下玉米‖花生系统对花生结瘤特性的影响［Ｊ］．中国土壤与肥料，２０１９（４）：１２７－１３１．［８７］赵财，柴强，乔寅英，等．禾豆间距对间作豌豆“氮阻遏”减缓效应的影响［Ｊ］．中国生态农业学报，２０１６，２４（９）：１１６９－１１７６．